1. Introduction

La tularémie est une maladie infectieuse protéiforme rencontrée exclusivement dans l'hémisphère nord due à une petit coccobacille à Gram négative : Francisella tularensis. La maladie, de même que son agent étiologique, a été identifiée pour la première fois en 1911 en Californie lors d'une épidémie de « pseudo peste » chez des rongeurs. Par la suite des infections à F. tularensis ont été diagnostiquées dans de nombreuses espèces animales. Une des particularités de cette maladie est d'être acquise par contact direct avec un animal infecté. Il s'agit d'une bactérie extrêmement contagieuse qui est considérée comme un agent potentiel de bio-terrorisme. F. tularensis a été classé dans le groupe de risque A par le CDC et doit, à ce titre être manipulé dans des laboratoires de biosécurité de type P3. Ceci est d'autant plus important que le risque de contamination du personnel de laboratoire est important, ce dont témoigne la survenue récente de trois cas de pneumonies sévères à F. tularensis chez des employés de laboratoire aux Etats-Unis.

Référence

  1. Ellis J, Oyston PCF, Green M, Titball RW. Tularemia. Clin Microbiol Rev 2002;15:631-646.
  2. Barry A. Report of pneumonic tularemia in three Boston University researchers. Boston Public Health Commission 2005. http://www.bphc.org/reports/pdfs/report_202.pdf

2. Que sait on de Francisella tularensis ?

F. tularensis est un petit coccobacille aérobie Gram négatif immobile qui pénètre dans les organismes par inoculation, ou ingestion et qui a une multiplication à la fois intra et extracellulaire. Il s'agit d'un germe fastidieux nécessitant des milieux de culture enrichis pour sa croissance.

3. Génétique

L'étude de l'ARN 16S montre que le genre Francisella appartient au groupe gamma des Proteobacteria dans les Legionellales et est proche des Coxiella et Legionella. La bactérie isolée de tique Wolbachia persica est en réalité une Francisella.

Le génome de F. tularensis a été séquencé et est relativement petit puisqu'il mesure seulement 1,892,819 paires de bases. Les auteurs du séquençage ont analysé les voies métaboliques et ont trouvé une proportion élevée de voies métaboliques incomplètes expliquant la nature fastidieuse des besoins nutritionnels de la bactérie et donc le fait que celle-ci soit un parasite obligatoire.

Référence

  1. Larsson P., Oyston P.C.F., Chain P., Chu M.C., Duffield M., Fuxelius H.-H., Garcia E., Haelltorp G., Johansson D., Isherwood K.E., Karp P.D., Larsson E., Liu Y., Michell S., Prior J., Prior R., Malfatti S., Sjoestedt A., Svensson K., Thompson N., Vergez L., Wagg J.K., Wren B.W., Lindler L.E., Andersson S.G.E., Forsman M., Titball R.W.;
  2. The complete genome sequence of Francisella tularensis, the causative agent of tularemia. Nat. Genet. 37:153-159(2005).

4. Taxonomie

La position taxonomique de F. tularensis est complexe et cette bactérie est passée au fil des ans du genre Pasteurella au genre Brucella, avant que le genre Francisella ne soit créé. Trois biovars ont été identifiés :

Il existait une deuxième espèce au sein du genre Francisella, F. novicida qui est isolée essentiellement en Amérique du Nord et ne serait pas pathogène pour l'homme et le lapin. F. novicida se distingue de F. tularensis sur la base de caractères phénotypiques mais des hybridations DNA et l'analyse du l'ARN16S ribosomal laissent supposer que cette espèce n'est pas distinguable de F. tularensis . Plus récemment, une autre espèce a été rajoutée au genre Francisella, F. philorimagia qui est responsable d'infections chez les patients immunodéprimés.

Références

  1. Eigelsbach HT, McGann VG. Genus Francisella. Dorofe'ev 1947, 176al. p. 394-399. In N.R. Krieg and J.G. Holt (ed), Bergey's manual of systematic bacteriology, vol 1. The Williams and Wilkins Co., Baltimore, Md.
  2. Forsman M, Sandstrom G, Sjosted A. Analysis of 16S ribosomal DANN sequences of Francisella strains and utilization for the determination of the phylogeny of the genus and for identification of strains by PCR. Int J Syst Bacteriol 1994;44:38-46

5. Virulence

Ce sont les souches appartenant au biovar tularensis qui sont les plus virulentes puisque, expérimentalement, il suffit de moins de 10 cellules bactériennes pour causer une infection alors qu'il faut des inoculums considérablement plus élevés (environ 107 cellules bactériennes) pour obtenir des infections avec les autres biovars. La mortalité est également significativement plus élevée en cas d'infections causées par le biovar tularensis que pour les autres biovars.

Référence

  1. Eigelsbach HT, Downs CM. Prophylactic effectiveness of live and killed tularemia vaccines. Production of vaccine and evaluation in the white mouse and guinea pig. J Immunol 1961;87:415-425.

6. Habitat, réservoir

F. tularensis a été isolée chez de très nombreuses espèces animales (mammifères, oiseaux, amphibiens, invertébrés). En France, le réservoir est constitué par divers rongeurs (écureuil, castor, hamster, rat musqué, campagnol, souris) mais c'est le lièvre qui constitue le principal réservoir.

Il semble également possible que la bactérie puisse persister dans les cours d'eau en association avec des amibes.

Référence

  1. Ellis J, Oyston PCF, Green M, Titball RW. Tularemia. Clin Microbiol Rev 2002;15:631-646.

7. Modes de transmission, source

La voie de contamination la plus fréquente est cutanéo-muqueuse. F. tularensis pénètre dans les tissus par une brèche cutanée ou en traversant la peau saine lors de contact direct avec des animaux atteints ou par piqûre de tiques. Deux espèces sont impliquées : les Ixodes et les Dermacentor. Ces arthropodes jouent un rôle à la fois dans la dissémination de la maladie au sein des populations d'animaux sauvages et dans la transmission à l'homme. Il existe souvent un parallèle entre les épidémies de tularémie chez l'homme et chez les animaux sauvages.

Une transmission par aérosols liée à la manipulation d'animaux infectés ou de produits contaminées est également possible tout comme la transmission par voie digestive par ingestion d'eau contaminée ou de viande insuffisamment cuite.

Il n'existe pas de cas décrit de transmission de personne à personne de F. tularensis . Il n'est donc pas nécessaire d'isoler les patients atteints de tularémie.

Référence

  1. Ellis J, Oyston PCF, Green M, Titball RW. Tularemia. Clin Microbiol Rev 2002;15:631-646.

8. Quelle est la fréquence de la tularémie.

En France la tularémie est une maladie à déclaration obligatoire depuis 2002. La fréquence basée sur la déclaration est de 25 cas en 2002-2003 et de 21 cas en 2004 sa répartition est présentée sur la carte ci contre (http://www.ivs.sante.gouv).

9. Quelle est la distribution de la tularémie en terme de temps, lieu, personnes?

Il existe deux pics d'incidence annuels : de juin à août (tiques), et en hiver en raison de la chasse (figure ci-dessous : http://www.ivs.sante.gouv).

Cependant, des cas estivaux peuvent également survenir chez des individus mordus par des tiques. Des bouffées épidémiques surviennent tous les 3 ou 4 ans au moment des pics de population des petits mammifères.

La tularémie est une maladie professionnelle chez les gardes forestiers, les équarrisseurs, les bouchers, les cuisiniers, les fermiers, les vétérinaires et les personnels de laboratoire.

10. Signes cliniques

3 à 5 jours après la contamination, le début est brutal et associe une fièvre, des frissons, des maux de tête, une sensation de malaise, une perte d'appétit et une fatigue. Parfois se rencontrent une toux, des douleurs musculaires, des vomissements, des douleurs abdominales et une diarrhée.

On distingue six formes principales de tularémie :

L'évolution de ces formes est en général bénigne.

Ces formes sont en règle très graves avec un décès dans 30 à 60% des cas.

la forme ulcéro-glandulaire

la forme glandulaire

forme pulmonaire

Référence

  1. Maurin M, Raoult D. Isolation in endothelial cell cultures of chlamydia trachomatis LGV (Serovar L2) from a lymph node of a patient with suspected cat scratch disease. J Clin Microbiol. 2000 Jun;38(6):2062-4.

11. Diagnostic biologique

11.1. Diagnostic direct

Du sang, un lavage broncho-alvéolaire, du liquide céphalo-rachidien, le produit du grattage de l'escarre, un prélèvement de gorge, une biopsie ganglionnaire ou d'ulcère cutané peuvent être mis en culture d'une part sur gélose au sang additionnée de cystéine, de polymyxine B, de cycloheximide et de pénicilline à 35°C pendant 2 à 4 jours sous 5% de CO2 et d'autre part en culture cellulaire à l'aide de cellules endothéliales dans des tubes bijoux. Il est capital de prévenir le laboratoire de la suspicion diagnostique de tularémie car la culture de cette bactérie de niveau de confinement P3 nécessite des précautions particulières. Il est également possible de détecter Francisella tularensis dans les divers prélèvements par immunofluorescence directe, amplification de la séquence du gène de l'ARN 16S ribosomique par PCR ou inoculation au cobaye. La détection de F. tularensis par amplification génique peut maintenant être réalisée par PCR quantitative avec sonde spécifique sur des appareils de type Lightcycler ou Taqman ; les gènes utilisés pour cette technique sont le gène de la protéine externe de membrane Fop ou les gènesISFtu2, 23 kDa et tul4. Ces techniques sont plus sensibles (détection de l'ordre de 1 à 10 copies), plus spécifiques par l'utilisation en plus des amorces d'une sonde moléculaire ce qui permet le plus souvent de s'affranchir de l'étape d'électrophorèse sur gel et de séquençage, plus rapides car PCR en temps réel, et présentent l'avantage d'éviter les risques de contamination inhérents à la PCR classique (carryover) puisque réalisées dans des tubes capillaires fermés.

Références

  1. Fournier PE, Bernabeau L, Schubert B, Mutillod M, Roux V, Raoult D. Isolation of F. tularensis by centrifugation of shell vial cell culture from an inoculation eschar. J Clin Microbiol 1998;36:2782-3.
  2. Higgins JA, Hubalek Z, Halouzka J, Elkins EL, Sjostedt A, Shipley M, Ibrahim MS. Detection of F. tularensis in infected mammals and vectors using a probe-based polymerase chain reaction. Am J Trop Med Hyg 2000;62:310-8
  3. Versage JL, Severin DD, Chu MC, Petersen JM. Development of a multitarget real time TaqMan PCR assay for enhanced detection of F. tularensis in complex specimens. J Clin Microbiol 2003;41:5492-9

11.2. Diagnostic indirect

Les examens sérologiques, plus simples et moins risqués, sont le plus souvent les seuls pratiqués. Des techniques d'immunofluorescence indirecte, de séro-agglutination (valeur seuil à 1/160), de micro- agglutination, d'hémagglutination et ELISA sont disponibles. La sérologie est le plus souvent négative au cours de la 1ère semaine de la maladie et se positive vers la fin de la 2ème semaine pour atteindre un pic vers la 4ème - 5ème semaine. Des réactions sérologiques croisées se rencontrent fréquemment avec Brucella spp., Proteus OX19 et Yersinia spp. Le Western blot peut être utile au diagnostic dans ces situations.

12. Comment traite-t-on la tularémie?

A ce jour peu de données sont disponibles dans la littérature concernant la susceptibilité de F. tularensis aux antimicrobiens. La sensibilité de F. tularensis aux antibiotiques en agar n'est pas parfaitement corrélée au succès thérapeutique et ceci en rapport avec le fait que F. tularensis est une bactérie à tropisme intracellulaire.

Le traitement recommandé est la Gentamicine® 5mg/kg/j x 10j. L'alternative est la Doxycycline® 200mg / j pendant 14-21 jours. La gentamicine peut donner une atteinte rénale et/ou auditive et nécessite une surveillance. Elle est contre indiquée pendant la grossesse de même que la doxycycline®. La doxycycline augmente les effets du soleil et on doit éviter l'exposition solaire pendant la durée du traitement.

Référence

  1. Maurin M, Mersali NF, Raoult D. Bactericidal activities of antibiotics against intracellular F. tularensis . Antimicrob Agents Chemother 2000;44:3428-3431

13. Tularémie et bioterrorisme

Les caractéristiques de l'agent de la tularémie, Francisella tularensis, pourraient être utilisées pour en faire un agent de guerre bactériologique ou de bio terrorisme. Lors d'une exposition potentielle à la tularémie dans le cadre du bio-terrorisme le traitement préventif recommandé chez l'adulte, y compris la femme enceinte, est : doxycycline 200 mg/J ou Ciprofloxacine 500 mg X 2 / J pendant 14 jours. Chez l'enfant de moins de 45 kg, doxycycline 2,2mg/Kg 2 fois par jour ou ciprofloxacine 15mg/kg 2 fois par jour pendant 14 jours. Il n'existe actuellement pas de vaccin.

14. Travaux de l'IFR sur le sujet

  1. Rolain JM, Gouriet F, Brouqui P, Larrey D, Janbon F, Vene S, Jarnestrom V, Raoult D. Concomitant or consecutive infection with Coxiella burnetii and tickborne diseases. Clin Infect Dis. 2005 Jan 1;40(1):82-8. Epub 2004 Dec 8.
  2. Greub G, Raoult D. Microorganisms resistant to free-living amoebae. Clin Microbiol Rev. 2004 Apr;17(2):413-33.
  3. Maurin M, Mersali NF, Raoult D. Bactericidal activities of antibiotics against intracellular Francisella tularensis. Antimicrob Agents Chemother. 2000 Dec;44(12):3428-31.
  4. Parola P, Raoult D. Ticks and tickborne bacterial diseases in humans: an emerging infectious threat. Clin Infect Dis 2001;32:897-928.
  5. Fournier PE, Bernabeu L, Schubert B, Mutillod M, Roux V, Raoult D. Isolation of Francisella tularensis by centrifugation of shell vial cell culture from an inoculation eschar. J Clin Microbiol. 1998 Sep;36(9):2782-3.

15. Où trouver plus d'informations sur le sujet

Dictionnaire de Maladies Infectieuses. D Raoult. Elsevier. Il est disponible en telechargement ici (140 Mo).

16. Correspondants au sein de la Fédération de Microbiologie - Marseille

Maladies infectieuses

Diagnostic bactériologique

Epidémiologie

17. Quels prélèvements envoyer et comment les envoyer ?

Prélèvements anciens et blocs de paraffine peuvent être utiles au diagnostic (Anatomopathologie - Immunohistochimie - PCR)

18. Fiche de recueil des renseignements sur la Tularemie

Telechargeable au format PDF ici